Чувствительность нозокомиальных штаммов K. pneumoniae, P. aeruginosa, A. baumannii и P. mirabilis к антисептику на основе хлоргексидина | КМАХ

Чувствительность нозокомиальных штаммов K. pneumoniae, P. aeruginosa, A. baumannii и P. mirabilis к антисептику на основе хлоргексидина

Клиническая Микробиология и Антимикробная Химиотерапия. 2015; 17(1):57-66

​ Детушева Е.В., Родин В.Б., Слукин П.В., Ершова О.Н., Александрова И.А., Курдюмова Н.В., Сазыкина С.Ю., Дятлов И.А., Фурсова Н.К.
хлоргексидин антисептик нозокомиальные штаммы устойчивость; инфекции связанные с оказанием медицинской помощи (ИСМП) планктонные бактерии биоплёнки
Раздел
Опыт работы
Тип
Журнальная статья
Публикация
Клиническая Микробиология и Антимикробная Химиотерапия. 2015; 17(1):57-66

Аннотация

Изучено действие антисептика «Дезин», препарата на основе хлоргексидина (ХГ), на изоляты возбудителей госпитальных инфекций дыхательной системы (ДС): и мочевыделительной системы (МС) Klebsiella pneumoniae (n=8), Pseudomonas aeruginosa (n=3), Acinetobacter baumannii (n=4) и Proteus mirabilis (n=3), выделенных в отделении нейрореанимации и интенсивной терапии (ОРИТ) г. Москвы в 2013 г., а также на референс-штаммы K. pneumoniae (n=1), P. aeruginosa (n=1), Escherichia coli (n=1) и Staphylococcus aureus (n=1). Антибактериальную активность антисептика оценивали по степени ингибирования размножения культур бактерий, находящихся в планктонной форме (микрокапля) и в форме, приближённой к протобиоплёнке (на целлюлозном аппликаторе). По степени чувствительности планктонных клеток к ХГ, выраженной в среднем значении минимальной бактерицидной концентрации (МБКХГ), исследуемые культуры распределились в следующем порядке в сторону увеличения: P. mirabilis (0,025%), P. aeruginosa (0,009%), K. pneumoniae (0,006%), A. baumannii (0,006%), E. coli (0,005%) и S. aureus (0,005%). Чувствительность к ХГ ассоциаций клеток данных штаммов на аппликаторах оказалась значительно меньше: в 23 раза для P. aeruginosa (МБКХГ — 0,2%), в 28 раз для A. baumannii (МБКХГ — 0,16%), в 48 раз для K. pneumoniae (МБКХГ — 0,3%), в 50 раз для P. mirabilis (МБКХГ — 1,3%), в 128 раз для E. coli (МБКХГ — 0,6%) и в 255 раз для S. aureus (МБКХГ — 1,3%). На основе полученных данных для защиты кожи и слизистых пациентов нейрохирургического ОРИТ, в целях профилактики госпитальных инфекций дыхательной и мочевыделительной систем, может быть рекомендовано использование 1,5% раствора хлоргексидина.

Детушева Елена Владимировна

БУН «ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии» Роспотребнадзора, Оболенск, Россия

Родин В.Б.

БУН «ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии» Роспотребнадзора, Оболенск, Россия

Слукин П.В.

БУН «ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии» Роспотребнадзора, Оболенск, Россия

Ершова О.Н.

ГБУ «НИИ нейрохирургии им. акад. Н. Н. Бурденко» РАМН, Москва, Россия

Александрова И.А.

ГБУ «НИИ нейрохирургии им. акад. Н. Н. Бурденко» РАМН, Москва, Россия

Курдюмова Н.В.

ГБУ «НИИ нейрохирургии им. акад. Н. Н. Бурденко» РАМН, Москва, Россия

Сазыкина С.Ю.

ГБУ «НИИ нейрохирургии им. акад. Н. Н. Бурденко» РАМН, Москва, Россия

Дятлов И.А.

БУН «ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии» Роспотребнадзора, Оболенск, Россия

Фурсова Н.К.

БУН «ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии» Роспотребнадзора, Оболенск, Россия

  • 1. Программа ВОЗ по обеспечению безопасности пациентов. Всемирный альянс за безопасность пациентов. Глобальная задача по обеспечению безопасности пациентов. Чистая помощь — безопасная помощь. ВОЗ, Женева, 2006.
  • 2. Основные компоненты для программ профилактики инфекций и инфекционного контроля. Второе совещание неформальной сети по профилактике инфекций и инфекционному контролю в здравоохранении. Женева, Швейцария, 26-27 июня 2008 г.
  • 3. Гудкова Е.И., Адарченко А.А., Ласточкина Т.М., Симоненко Л.И., Слабко И.Н. Чувствительность к новым дезинфектантам клинических штаммов микробов, методы определения. Материалы юбилейной научной конференции, посвященной 80-летию Башкирского Государственного Медицинского Университета «Актуальные проблемы современной медицины» Под ред. С.Л. Кабака. Минск БГМУ 2001; 1:89-91.
  • 4. The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing. Breakpoint tables for interpretation of MICs and zone diameters. Version 4.0; 2014; http://www.eucast.org
  • 5. Gajadhar T., Lara A., Sealy P., Adesiyun A. A. Microbial contamination of disinfectants and antiseptics in four major hospitals in Trinidad. Rev Panam Salud Publica 2003; 14(3):193-200.
  • 6. O’Rourke E., Runyan D., O’Leary J. Contaminated iodophor in the operating room. Am J Infect Control 2003; 31:255-6.
  • 7. Weber D. J., Rutala W. A., Sickbert-Bennett E. E. Outbreaks associated with contaminated antiseptics and disinfectants. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51(12):4217-24.
  • 8. Красильников А. П. Справочник по антисептике. Минск: Высш. шк. 1995.
  • 9. Weuffen W. Handbuch der Antiseptik. In 3 Bd; Berlin: Veb. Verlag Volk und Gesundheit 1984-1987.
  • 10. Aparna M. S., Yadav S. Biofilms: microbes and disease. Braz J Infect Dis 2008; 12(6):526-30.
  • 11. Costerton J. W., Stewart P. S., Greenberg E. P. Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science 1999; 284(5418):1318-22.
  • 12. Krzyściak W., Jurczak A., Kościelniak D., Bystrowska B, Skalniak A. The virulence of Streptococcus mutans and the ability to form biofilms. Clin Microbiol Infect Dis 2014; 33(4):499-515.
  • 13. Patel R. Biofilms and antimicrobial resistance. Clin Orthop Relat Res 2005; (437):41-7.
  • 14. Al-Tannir M.A., Goodman H. S. A review of clorhexidine and its use in special populations. Special Care in Dentistry 1994; 14:116-22.
  • 15. Gilbert P., Moore L. E. Cationic antiseptics: diversity of action under a common epithet. J App Microbiol 2005; 99:703-15.
  • 16. Ruppert M., Schlagenhauf U. La clorhexidina en Odontología. Aspectos generales. Quintessence (Ed. Española) 2005; 18:12-23.
  • 17. Hugo W. B. Disinfection mechanisms. In: Russell A. D., Hugo W. B., Ayliffe G. A.J., eds. Principles and Practice of Disinfection, Preservation and Sterilization. Oxford: Blackwell 1992:187-210.
  • 18. Albertos J. M., Junquera L. M., Albertos M. T., Olay S., López-Arranz E. La clorhexidina. Perspectiva actual. Еn Odontoestomatología 1996; 5:217-23.
  • 19. Musteata F. M., Pawliszyn J. Assay of stability, free and total concentration of chlorhexidine in saliva by solid phase microextraction. J Pharm Biomedical Analysis 2005; 37:1015-24.
  • 20. Hugo W. B., Longworth A. R. The effect of chlorhexidine on the electrophoretic mobility, cytoplasmic constituents, dehydrogenase activity and cell walls of Escherichia coli and Staphylococcus aureus. J Pharma Pharmacol 1966; 18:569-78.
  • 21. Fardal O., Turnbull R. S. A review of the literature on use of chlorhexidine in dentistry. J American Dental Association 1986; 112:863-9.
  • 22. Longworth A. R. Chlorhexidine. In: Hugo W. B., ed. Inhibition and destruction of the bacterial cell. New York, N.Y: Academic Press 1971:95-106.
  • 23. Arévalo J.M., Arribas J.L., Calbo L., Hernández M. J., Lizán M., Herruzco R. Guía del grupo de trabajo sobre desinfectantes y antisépticos. Revisión 1998. Medicina Preventiva 1998; 4:38-43.
  • 24. Bernimoulin J. P. Recent concepts in plaque formation. J Clin Periodontology 2003; 30:7-9.
  • 25. Junco-Lafuente M.P, Baca-García P., Mesa-Aguado F. L. Utilización de la clorhexidina en la prevención oral de pacientes de la tercera edad. Revista del Ilustre Consejo General de Colegios de Odontólogos y Estomatólogos de España 2001; 6:81-9.
  • 26. Rahimi S., Janani M., Lotfi M., et al. A review of antibacterial agents in endodontic treatment. Iran Endod J. 2014; 9(3):161-8.
  • 27. Зверьков А.В., Зузова А.П. Актуальность обработки полости рта 0,1% раствором хлоргексидина и очищенной водой для профилактики нозокомиальной пневмонии у больных с острым нарушением мозгового кровообращения. Тезисы XVI Международного конгресса МАКМАХ по антимикробной терапии; 21-23 мая 2014 г.; Москва, Россия. КМАХ 2014; 16(2):20.
  • 28. Bosca I.D., Berar C., Anton F. et al. The impact of 0.5% chlorhexidine oral decontamination on the prevalence of colonization and respiratory tract infection in mechanically ventilated patients. Preliminary study. Pneumologia 2013; 62(4):217-22.
  • 29. Tattawasart U., Maillard J.Y., Furr J.R., Russell A. D. Development of resistance to chlorhexidine diacetate and cetylpyridinium chloride in Pseudomonas stutzeri and changes in antibiotic susceptibility. J Hosp. Infect. 1999 Jul; 42(3):219-29.
  • 30. Randall L. P., Cooles S. W., Coldham N. G., et al. Commonly used farm disinfectants can select for mutant Salmonella enterica serovar Typhimurium with decreased susceptibility to biocides and antibiotics without compromising virulence. J Antimicrob Chemother 2007; 60:1273-80.
  • 31. Russell A. D., Tattawasart U., Maillard J-Y., Furr J. R. Possible link between bacterial resistance and use of antibiotics and biocides. Antimicrob Agents Chemother, 1998; 42:2151.
  • 32. Kõljalg S., Naaber P., Mikelsaar M. Antibiotic resistance as an indicator of bacterial chlorhexidine susceptibility. J Hosp Infect 2002; 51:106-13.
  • 33. Mah T. F., O’Toole G. A. Mechanisms of biofilm resistance to antimicrobial agents. Trends Microbiol 2001; 9 (1):34- 9.
  • 34. Ebrahimi A., Hemati M., Habibian D. S. et al. Chlorhexidine digluconate effects on planktonic growth and biofilm formation in some field isolates of animal bacterial pathogens. Jundishapur J Nat Pharm Prod 2014; 9(2):e14298.
  • 35. Wright N.E., Gilbert P. Influence of specific growth rate and nutrient limitation upon the sensitivity of Escherichia coli towards chlorhexidine diacetate. J Appl Bacteriol 1987; 62(4):309-14.
  • 36. Houari A., Di Martino P. Effect of chlorhexidine and benzalkonium chloride on bacterial biofilm formation. Lett Appl Microbiol 2007; 45(6):652-6.
  • 37. Асташкин Е. И., Карцев Н. Н., Пачкунов Д. М. и соавт. Характеристика клинических штаммов Acinetobacter baumannii. Тезисы XV Международного конгресса МАКМАХ по антимикробной терапии 22-24 мая 2013 г., Москва, Россия. КМАХ 2013; 15(2):46.
  • 38. Карцев Н. Н., Асташкин Е. И., Пачкунов Д. М. и соавт. Экстремально лекарственно-устойчивые клинические изоляты Klebsiella pneumoniae и Proteus mirabilis. Тезисы XV Международного конгресса МАКМАХ по антимикробной терапии 22-24 мая 2013 г.; Москва, Россия КМАХ 2013; 15(2):46.
  • 39. Методические указания МУК 4.2.1890-04 от 4.03.2014 г. «Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам» (утв. Главным государственным санитарным врачом РФ 4 марта 2004 г.)
  • 40. Руководство 4.2.2643-10. 3.5. Дезинфектология. Методы лабораторных исследований и испытаний дезинфекционных средств для оценки их эффективности и безопасности; утв. Роспотребнадзором 01.06.2010 г.
  • 41. Kerver A. J. H., Rommes J. H., Mevissen-Verhage E. A. E., et al. Colonization and infection in surgical intensive care patients: a prospective study. Intensive Care Med 1987; 13:347-51.
  • 42. Gastmeier P., Sohr D., Geffers C., Behnke M., Rüden H. Risk factors for death due to nosocomial infection in intensive care unit patients: findings from the Krankenhaus Infektions Surveillance System. Infect Control Hosp Epidemiol 2007; 28(4):466-72.
  • 43. Dukan S., Touati D. Hypochlorous acid stress in Escherichia coli: resistance, DNA damage, and comparison with hydrogen peroxide stress. J Bacteriol 1996; 178:6145-50.
  • 44. Greenway D. L.A., England R. R. The intrinsic resistance of Escherichia coli to various antimicrobial agents requires ppGpp and σs . Lett Appl Microbiol 1999; 29:323-6.
  • 45. Høiby N., Bjarnsholt T., Givskov M., Molin S., Ciofu O. Antibiotic resistance of bacterial biofilms. Int J Antimicrob Agents 2010; 35(4):322-32.
Просмотров
0 Аннотация
0 PDF
0 Цитирования
Поделились