Сравнительная характеристика методов культивирования штаммов Clostridioides difficile и другой анаэробной флоры из образцов кала в рутинной практике бактериологической лаборатории

Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2021; 23(2):212-216

​ Швыдкая М.Г., Затевалов А.М., Митрохин С.Д., Джандарова Д.Т.
10.36488/cmac.2021.2.212-216
культивирование жидкая среда образцы кала Clostridioides difficile анаэробы
Раздел
Опыт работы
Тип
Оригинальная статья
Публикация
Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2021; 23(2):212-216

Цель.

Усовершенствовать методику посева кала при бактериологическом анализе по выделению чистых культур анаэробной флоры, в том числе Clostridioides difficile, в рутинной практике микробиологической лаборатории детского онкологического стационара.

Материалы и методы.

Всего было исследовано 517 образцов кала, взятого однократно у пациентов ФНКЦ ДГОИ им. Дмитрия Рогачева с 2013 по 2015 г. Все образцы были исследованы методом иммуноферментного анализа (ИФА) на наличие токсинов C. difficile и бактериологическим методом по 5 специально разработанным схемам для выделения анаэробных мироорганизмов, включая C. difficile. Статистическую значимость различий в частоте высеваемости штаммов в исследуемых группах (схемах посева) оценивали по критерию χ2.

Результаты.

Высеваемость токсигенных штаммов C. difficile при использовании схемы посева в печеночный бульон с наслоением технического агара с последующим посевом на анаэробный агар составила 100%. Данная схема также подходит для выделения сопутствующей анаэробной кишечной флоры: нетоксигенных штаммов C. difficile, Clostridium perfringens, других клостридий, Bacteroides fragilis и других бактероидов.

Выводы.

Использование жидкой среды накопления и наслоение технического агара позволяет выделить анаэробную флору из кала, а также увеличивает высеваемость токсигенных штаммов C. difficile до 100% от положительных результатов ИФА на клостридиальный токсин.

Мария Геннадьевна Швыдкая

ФБУН «Московский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Г.Н. Габричевского» Роспотребнадзора, Москва, Россия

Затевалов А.М.

ФБУН «Московский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Г.Н. Габричевского» Роспотребнадзора, Москва, Россия

Митрохин С.Д.

Городская клиническая больница № 67 им. Л.А. Ворохобова, Москва, Россия

Джандарова Д.Т.

Диагностический клинический центр № 1, Москва, Россия

  • 1. Jain T., Croswell C., Urday-Cornejo V., Awali R., Cutright J., Salimnia H., et al. Clostridium difficile colonization in hematopoietic stem cell transplant recipients: a prospective study of the epidemiology and outcomes involving toxigenic and nontoxigenic strains. Biol Blood Marrow Transplant. 2016;22(1):157-163. DOI: 10.1016/j.bbmt.2015.07.020
  • 2. Al-Rawahi G.N., Al-Najjar A., McDonald R., Deyell R.J., Golding G.R., Brant R., et al. Pediatric oncology and stem cell transplant patients with healthcare-associated Clostridium difficile infection were already colonized on admission. Pediatr Blood Cancer. 2019;66(5):e27604. DOI: 10.1002/pbc.27604
  • 3. Erb S., Frei R., Strandén A.M., Dangel M., SchudinSutter S.T., Widmer A.F. Low sensitivity of fecal toxin A/B enzyme immunoassay for diagnosis of Clostridium difficile infection in immunocompromised patients. Clin Microbiol Infect. 2015;21(11):998.e9-998.e15. DOI: 10.1016/j.cmi.2015.07.016
  • 4. Stahlmann J., Schönberg M., Herrmann M., von Müller L. Detection of nosocomial Clostridium difficile infections with toxigenic strains despite negative toxin A and B testing on stool samples. Research Note Epidemiology. 2014;20(9):O590-O592. DOI: 10.1111/14690691.12558
  • 5. Origüen J., Corbella L., Orellana M.Á., Villa J., Delgado R., August A. Comparison of the clinical course of Clostridium difficile infection in glutamate dehydrogenase-positive toxin-negative patients diagnosed by PCR to those with a positive toxin test. Clin Microbiol Infect. 2018;24(4):414421 DOI: 10.1016/j.cmi.2017.07.033
  • 6. Clostridium difficile-associated diarrhea. National Association of Specialists in the Control of Infections Associated with the Provision of Medical Care (NP NASCI). Federal clinical guidelines, 2017. Russian. (Clostridium difficile-ассоциированная диарея. Национальная ассоциация специалистов по контролю инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи (НП «НАСКИ»). Федеральные клинические рекомендации, 2017.)
  • 7. Shelygin Yu.A., Aleshkin V.A., Sukhina M.A., Mironov A.Yu., et al. Clinical recommendations of the National Association of Specialists in Control of Infections Associated with the Provision of Medical Assistance, and the All-Russian Public Non-Profit Organization Association of Coloproctologists of Russia for Diagnostics, treatment and prevention of Clostridium difficile-associated diarrhea (CDI). Koloproktologiya. 2018;3(65):7-23. Russian. (Шелыгин Ю.А., Алешкин В.А., Сухина М.А., Миронов А.Ю. и соавт. Клинические рекомендации национальной ассоциации специалистов по контролю инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи, и общероссийской общественной некоммерческой организации «Ассоциация колопроктологов России» по диагностике, лечению и профилактике Clostridium difficile-ассоциированной диареи (CDI). Колопроктология. 2018;3(65):7-23.) DOI: 10.33878/2073-7556-2018-03-7-23
  • 8. Crobach M.J., Planche T., Eckert C., Barbut F., Terveer E.M., Dekkers O.M. European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases: update of the diagnostic guidance document for Clostridium difficile infection. Clin Microbiol Infect. 2016;22:S63-S81. DOI: 10.1016/j.cmi.2016.03.010
  • 9. Camorlinga M., Sanchez-Rojas M., Torres J., RomoCastillo M. Phenotypic Characterization of non-toxigenic Clostridioides difficile strains isolated from patients in Mexico. Front Microbiol. 2019;10(84):1-10. DOI: 10.3389/fmicb.2019.00084
  • 10. Chia J.-H., Wu T.-S., Wu T.-L.,Chen C.-L., Chuang C.-H., Su L.-H., et al. Clostridium innocuum is a vancomycinresistant pathogen that may cause antibiotic-associated diarrhoea. Clin Microbiol Infect. 2018;24(11):11951199. DOI: 10.1016/j.cmi.2018.02.015
  • 11. Kiu R., Hall L.J. An update on the human and animal enteric pathogen Clostridium perfringens. Emerg Microbes Infect. 2018;7:141. DOI: 10.1038/s41426-018-0144-8
  • 12. Yu L.C. Microbiota dysbiosis and barrier dysfunction in inflammatory bowel disease and colorectal cancers: exploring a common ground hypothesis. J Biomedical Science. 2018;25(1):79. DOI: 10.1186/s12929-0180483-8
  • 13. Borisov O.O., Efremov E.M. Bacteremia due to Clostridium difficile: literature review. WORLD SCIENCE: PROBLEMS AND INNOVATIONS. Articles of the XXXI International Scientific and Practical Conference. Science and Education. 2019. Russian. (Борисов О.О., Ефремов Е.М. Бактеремия, вызванная Clostridium difficile: обзор литературы. WORLD SCIENCE: PROBLEMS AND INNOVATIONS. Сборник статей XXXI Международной научно-практической конференции. Наука и Просвещение. 2019.)
  • 14. Yamamoto Y., Itoh N., Sugiyama T., Kurai H. Clinical features of Clostridium bacteremia in cancer patients: A case series review. J Infect Chemother. 2020;26(1):92-94. DOI: 10.1016/j.jiac.2019.07.019
  • 15. Millard M.A., McManus K. A., Wispelwey B. Severe sepsis due to Clostridium perfringens bacteremia of urinary origin: a case report and systematic review. Case Rep Infect Dis. 2016;2016:2981729. DOI: 10.1155/2016/2981729
  • 16. Madsen R.I., Justesen U.S. Bacteremia with Bacteroides pyogenes after a cat bite. J Clin Microbiol. 2011;49(8): 3092-3093. DOI: 10.1128/JCM.00250-11
  • 17. Hsu G., Chen C., Lai M., Luh S. Chest wall abscess due to Prevotella bivia. J Zhejiang Univ Sci B. 2009;10(3):233236. DOI: 10.1631/jzus.B0820289
  • 18. Di Marco Berardino A., Inchingolo R., Smargiassi A., Re A., Torelli R., Fiori B., et al. Empyema caused by Prevotella bivia complicating an unusual case of spontaneous chylothorax. J Clin Microbiol. 2014;52(4):1284-1286. DOI: 10.1128/JCM.03282-13
  • 19. Mehmood M., Jaffar N. A., Nazim M., Khasawneh F.A. Bacteremic skin and soft tissue infection caused by Prevotella loescheii. BMC Infect Dis. 2014;14:162. DOI: 10.1186/1471-2334-14-162
  • 20. Mo S., Wei L., Chen H., Li R., Li S., Luo G. A chinese case of Prevotella intermedia and Streptococcus constellatus intracranial mixed infection. Metab Brain Dis. 2018;33(1):161-166. DOI: 10.1007/s11011-0170142-x
  • 21. Litusov N.V. Genus Bacteroides. Illustrated tutorial. FGBOU VO USMU, Yekaterinburg, 20172017. 17 p. Russian. (Литусов Н.В. Род Bacteroides. Иллюстрированное учебное пособие. ФГБОУ ВО УГМУ, Екатеринбург, 2017. 17 с.)
  • 22. Mirzaei E.Z., Rajabnia M., Sadeghi F., FerdosiShahandashti E., Sadeghi-Haddad-Zavareh M., Khafri S., et al. Diagnosis of Clostridium difficile infection by toxigenic culture and PCR assay. Iran J Microbiol 2018;10(5):287293.
  • 23. Shannon S., Gustafson D., Segner R., Ali A., Schieffer B., Boelman K., et al. Comparison of recovery rates of Clostridium difficile from stool using chromogenic agar versus a classic culture method. Available at: www.chromagar.com/fichiers/1470066757Comparison_of_Recovery_Rates_of_Clostridium_difficile_from.pdf. Accessed October 5, 2020.
  • 24. Bauer M.P., Farid A., Bakker M., Hoek R.A.S., Kuijper E.J., van Dissel J.T. Patients with cystic fibrosis have a high carriage rate of non-toxigenic Clostridium difficile. Clin Microbiol Infect. 2014;20(7):O446-O449. DOI: 10.1111/1469-0691.12439
  • 25. Gerding D. N., Meyer T., Lee C., Cohen S.H., Murfy U.K., Poirier A., et al. Administration of spores of nontoxigenic Clostridium difficile strain m3 for prevention of recurrent C. difficile infection. JAMA. 2015;313(17):1719-1727. DOI: 10.1001/jama.2015.3725
  • 26. Kotsanas D. Novel use of tryptose sulfite cycloserine egg yolk agar for isolation of Clostridium perfringens during an outbreak of necrotizing enterocolitis in a neonatal unit. J. Clin. Microbiol. 2010;48:4263-4265. DOI: 10.1128/JCM.01724-10
  • 27. GOST R 53400-2009 (ISO 7937:2000). Microbiology of food and animal feed. Colony counting method for Clostridium perfringens. Russian. (ГОСТ Р 53400-2009 (ИСО 7937:2000). Микробиология пищевых продуктов и кормов для животных. Метод подсчета колоний Clostridium perfringens.
  • 28. Zamani S., Shariati S.H., Zali M.R., Aghdaei H.A., Asiabar A.S., Bokaie S., et al. Detection of enterotoxigenic Bacteroides fragilis in patients with ulcerative colitis. Gut Pathog. 2017;9:53. DOI: 10.1186/s13099-017-0202-0
  • 29. Ho P., Ho L., Yau C., Tong M., Chow K. A novel selective medium for isolation of Bacteroides fragilis from clinical specimens. J Clin Microbiol. 2017;55(2):384-390. DOI: 10.1128/JCM.01988-16
  • 30. Ayyagari A., Khanna T., Devi S. Enzyme linked immunosorbent assay & indirect fluorescence assay for rapid diagnosis of Bacteroides fragilis infections. Indian J Med Res. 1992;95:34-40. DOI: 10.1016/s01406736(79)90768-2
  • 31. Lalitha M.K., Mathai E., Elias L., Anandi V., Kalpana C.R. Detection of Bacteroides infection by counter immunoelectrophoresis test. Indian J Med Res. 1991;93:171-173. DOI: 10.1136/jcp.31.11.1078
Просмотров
0 Аннотация
0 PDF
0 Цитирования
Поделились